PLANO DE TRABALHO
Projeto de Pesquisa
Projeto de baixo custo em região próxima para participação de três alunos de Iniciação Científica.

BIODIVERSIDADE DE FLEBOTMOMÍNEOS AO LONGO DA RODOVIA MARECHAL RONDON NO TRECHO PORTO FELIZ-ITU.

INTRODUÇÃO Os Flebotomíneos são insetos da Ordem Diptera, Família Psychodidae e Sub-família Phlebotominae. Eles possuem distribuição mundial com mais de 900 espécies descritas, cerca de 500 na região neotropical. Algumas espécies podem atuar como vetores de patógenos. Popularmente conhecidos como mosquito-palha, cangalinhas e tatuquiras, os flebotomíneos são dípteros de pequeno porte. As fêmeas alimentam-se de sangue, enquanto os machos alimentam-se de secreções em vegetais. Os adultos apresentam um voo curto, semelhante a pequenos saltos. São insetos de hábito predominantemente noturno. Durante o dia podem ser encontrados em locais escuros, como buracos de árvores ou tocas de animais (pequenos mamíferos, répteis e aves). Nestes locais, o acúmulo de matéria orgânica favorece o desenvolvimento das formas imaturas. As formas adultas possuem entre 2 a 4 mm e corpo densamente coberto por pelos. O desenvolvimento biológico é completo (holometábolo). As fêmeas depositam ovos de onde nascem as larvas que passam por quatro estádios, em seguida ocorre a fase de pupa e, por último, a forma adulta. A identificação taxonômica deste grupo é baseada nos caracteres das formas adultas. Fêmeas e machos possuem estruturas diferentes que são utilizadas para identificação, principalmente na probóscide, cibário e genitália. Alguns autores utilizam apenas caracteres de genitália para separar as espécies, mas, para descrição e identificação mais consistente, diversos aspectos morfológicos devem ser observados. Segundo Young & Duncan 1994, a sub-família Phlebotominae está dividida em seis gêneros: Phlebotomus, Sergentomya, Chinius, Lutzomya, Brumptomya e Waileya. Galati 2012, utiliza mais hierarquias taxonômicas, onde a sub-família Phlebotominae divide-se em duas tribos (Hertigiini e Phlebomomini) e, posteriormente, em oito sub-tribos (Hertigiina, Brumptomiina, Sergentomyiina, Lutzomyiina, Psychodopygina, Idiophlebotomina, Phlebotomina e Australophlebotomina), estas sub-tribos apresentam divisões em gêneros e, em alguns casos, grupos e séries de espécies.
Flebotomíneos vetores de patógenos As fêmeas podem transmitir bactérias, vírus e tripanossomatídeos para animais e humanos. Entre os tripanossomatídeos transmitidos a humanos estão os parasitos causadores da bartonelose e leishmaniose. No Brasil os flebotomíneos são os responsáveis pela transmissão da leishmaniose. No estado de São Paulo, as principais espécies envolvidas na transmissão de leishmaniose tegumentar americana (LTA) são a Lutzmyia intermedia, Lutzomyia flaviscutelata, Lutzomyia withmani e Lutzomyia migonei (MINISTÉRIO DA SAÚDE, 2007). A leishmaniose visceral (LV) é transmitida no Estado de São Paulo pela espécie Lutzomyia longipalpis, mas é possível que outras espécies estejam envolvidas na transmissão. Esta última espécie vem sendo encontrada em muitas áreas urbanas do Estado, principalmente em municípios da região Oeste. No Município de Itu já foram registradas as espécies: Lutzomyia (Pintomyia) fischeri, Lutzomyia (Pintomyia) pessoai, Lutzomyia monticola e Lutzomyia (Nyssomyia) withmani, Lutzomyia migonei (SHIMABUKURO & GALATI, 2011. Em Porto Feliz já foram registradas: Lutzomyia migonei, Lutzomyia (Pintomyia) pessoai, Lutzomyia monticola, Lutzomyia firmatoi, Lutzomyia cortelezzi, Luztomyia (Psychodopigus) arthuri, Lutzomyia (Nyssomyia) withmani (SHIMABUKURO & GALATI, 2011). No estado de São Paulo está ocorrendo um aumento dos casos de leishmaniose, tanto na forma tegumentar com na forma visceral. De acordo com os dados de Centro de Vigilância Epidemiológica do Estado de São Paulo (CVE, 2013), foram registrados de 2007 a 13/09/2013, 1572 casos de LTA com local provável de infecção (LPI) municípios do Estado de São Paulo e 438 com LPI em municípios de outros estados. Somando estes dados com número de casos sem confirmação de LPI, foi notificado um total de 2368 casos de LTA. No município de Itu, durante o mesmo período, foram notificados 8 casos de LTA, sendo que a metade foi confirmada como infecção autóctone. Em Porto Feliz, durante o mesmo período, foram registrados 12 casos sendo que 8 foram confirmados tendo Porto Feliz como município de infecção. De acordo com o CVE, 2013 não há registros de leishmaniose visceral em humanos (LV) nos dois municípios já citados no período de 2010 a 02/05/2013. Também não há registros de cães parasitados. O município mais próximo onde há registros confirmados de LV é Lençóis Paulista, município a 213 km de Porto Feliz, que apresentou um caso em 2010 e um em 2013. No estado de São Paulo, somente no ano de 2013 já foram registrados 49 casos e 5 óbitos. Quanto a cães existem um registro em Sorocaba no ano de 2012. O avanço de casos de leishmaniose no Estado de São Paulo está geograficamente ligado a grandes rodovias (CAMARGO-NEVES, 2004). O aumento da migração a polos industriais é um dos fatores que aumentam a área de ocorrência de leishmaniose. JUSTIFICATIVA O aumento de casos de leishmaniose no estado de São Paulo acompanha geograficamente as grandes rodovias do Estado. Casos de Leishmaniose já foram registrados em Municípios cortados pela Marechal Rondon e em Municípios próximos. Porto Feliz e Itu principalmente são municípios que estão recebendo um grande número de novos empreendimentos, principalmente indústrias de grande porte, que atraem pessoas de diversas regiões do país. Este aumento da migração é um dos principais fatores para o aumento da área de ocorrência de leishmaniose. Dados sobre a dinâmica da população de flebotomíneos nesta região podem servir de base para ações de vigilância e prevenção.

OBJETIVOS
Objetivo geral
Conhecer a biodiversidade de flebotomíneos no trecho da estrada Estadual Marechal Rondon entre Porto Feliz e Itu.

Objetivos Específicos
Verificar a variação da população de flebotomineos de acordo com as estações climáticas e período do dia.
Verificar se há variação na riqueza de flebotomíneos de acordo com a distância da rodovia.
Identificar e caracterizar locais com presença de vetores de Leishmaniose.

METODOLOGIA Os municípios de Porto Feliz e Itu estão ligados pela Rodovia Estadual Marechal Cândido Rondon SP-300 (Figura 1). A distância entre eles é de 26 km e ao longo do caminho predominam chácaras, condomínios, fazendas, poucas indústrias e outros estabelecimentos rurais. Existem poucos remanescentes florestais nativos (mata secundária) e algumas áreas de reflorestamento, principalmente de Pinus e Eucalipto.

Figura 1- Sede dos municípios de Porto Feliz e Itu. Em azul trecho da rodovia Marechal Rondon onde será conduzido o estudo.

Coletas de flebotomíneos As coletas serão realizadas em cinco pontos. Dois pontos serão no início da área urbana da sede dos municípios. Um ponto será em distância igual a sede dos municípios (metade da distância) e os outros dois pontos na metade da distância deste último ponto e os primeiros pontos. Em cada local de coleta será solicitada a permissão para realizar a coleta aos donos da propriedade, caso não seja dada a permissão, será procurado local mais próximos onde seja dada autorização. Será dada prioridade a locais com fragmentos florestais nativos e propriedades com criação de aves. Em cada ponto de coleta serão utilizadas cinco armadilhas luminosas tipo CDC. Será colocada uma armadilha na beira da rodovia e em direção perpendicular a mesma a 50 metros, 100m, 150m e 200m. Todas armadilhas serão colocadas simultaneamente e ficarão em funcionamento por quatro dias consecutivos a partir das 18:00 até ás 06:00. As coletas serão realizadas no período de doze meses. Em campo os insetos serão retirados das armadilhas e acondicionados em tubos de vidro contendo álcool 70%. Cada tubo será identificado com armadilha, local e data de coletas. Estes insetos serão levados a laboratório para identificação. A identificação e nomenclatura serão feitas de acordo com Galati, 2012. Caso seja notificado algum caso de lesimaniose, com transmissão confirmada ou suspeita na região do estudo, coletas ao redor deste caso serão feitas. Armadilhas serão colocadas no domicílio peri-domicílio e em possíveis criadouros próximos em um raio de 500 metros.
Análise dos flebotomíneos Em laboratório a amostra será triada e os flebotomíneos serão separados. O restante da amostra será preservado para futuros trabalhos. Após a triagem, os flebotomíneos serão clarificados de acordo com Young & Duncan, 1994. A identificação e nomenclatura das espécies serão realizadas de acordo com Galati, 2012. Para cada indivíduo coletado, será elaborada uma etiqueta contendo informações sobre o local, data, nome do coletor, método de coleta, gênero e espécie do exemplar.
Técnica para observação de formas flageladas O abdômen das fêmeas será usado para se verificar a presença ou não de formas flageladas. Os insetos serão imobilizadas com éter e logo após colocados em lâmina de microscópio contendo solução salina neutra. Em estereomicroscópio, com auxílio de estiletes entomológicos, o trato digestivo será exposto. Esta lâmina, que conterá também a genitália, será coberta por lamínula e analisada por microscopia ótica. A cabeça e o tórax serão montados em outra lâmina para complementar a identificação do flebotomíneo.
Análise dos resultados Os dados sobre pontos de coletas, abundância de espécies, riqueza, diversidade serão comparados com pluviosidade, temperatura e umidade. Para análise de dados serão utilizados testes estatísticos descritivos e de análise de diversidade. Serão comparados dados das espécies encontradas com dados já existentes sobre vetores de lesihmaniose tegumentar e visceral.

RESULTADOS ESPERADOS Espera-se encontrar baixa diversidade e riqueza. É possível que se encontre grande abundância de uma ou duas espécies em épocas do ano distintas e propícias ao desenvolvimento de formas juvenis. É possível encontrar espécies sem registros para os municípios. É grande a possibilidade de se encontrar espécies já incriminadas como vetores de leishmaniose. É baixa a possibilidade de sem encontrar fêmeas com formas flageladas.
CRONOGRAMA
Atividade/mês | 1 | 2 | 3 | 4 | 5 | 6 | 7 | 8 | 9 | 10 | 11 | 12 | Reunião de atividades | X | | | | | X | | | | | | X | Coletas/triagem | X | X | X | X | X | X | X | X | X | X | X | X | Montagem/identificação | X | X | X | X | X | X | X | X | X | X | X | X | Análise parcial | | | | X | | | | X | | | | |

Atividade/mês | 13 | 14 | 15 | 16 | 17 | 18 | 19 | 20 | 21 | 22 | 23 | 24 | Reunião de atividades | X | | | | | X | | | | | | | Triagem | X | X | X | X | X | X | | | | | | | Montagem/identificação | X | X | X | X | X | X | X | X | X | X | X | X | Análise parcial | | | | X | | | | X | | | | | Análise final | | | | | | | | | | | | X | Envio de trabalho para publicação | | | | | | | | | | | | X |

REFERÊNCIAS
CAMARGO-NEVES, V. L. F. A. Leishmaniose Visceral Americana no Estado de São Paulo: Situação Atual Boletim Epidemiológico Paulista. Ano 1, n6. 2004
CENTRO DE VIGILÂNCIA EPIDEMIOLÓGICA “PROF. ALEXANDER VRANJAC”. [2013] Disponível On-line: http://www.cve.saude.sp.gov.br/htm/cve_lta.html acessado em 16/10/2013
GALATI, E. A. B. Morfologia e taxonomia. Classificação de Phlebotominae. Morfologia, Terminologia de Adultos e Identificação dos táxons da América. In RANGEL, E. F, R Lainson (org.), 1st ed., Flebotomíneos do Brasil, Fiocruz, Rio de Janeiro, p. 23-51. 53-75. 2003 (Atualizado em 2012)
MINISTÉRIO DA SAÚDE. Manual de Vigilância da Leishmaniose Tegumentar Americana. 2 edição atualizada. 2007.
SHIMABUKURO, P.H.F. & GALATI, E.A.B. Checklist dos Phlebotominae (Diptera, Psychodidae) do Estado de São Paulo, Brasil, com comentários sobre sua distribuição geográfica. Biota Neotrop. 11(1a): http://www.biotaneotropica.org.br/v11n1a/pt/abstract?inventory+bn0361101a2011.

YOUNG, D.G. & M.A. DUNCAN. Guide to the identification and geographic distribution of Lutzomyia sand flies in the Mexico, the West Indies, Central and the South America (Diptera:Psychodidae). Mem. Am. Entomol. Inst. 54, 881p. 1994.

PROJETOS FUTUROS
Projetos de longo prazo:
Estudo do efeito da mudança climática na população de Culicídeos em Rondônia.
Criação e aperfeiçoamento de ferramentas para avaliação e monitoramento de doenças tropicais negligenciadas.
Projetos em médio prazo:
Criação de software com chaves de identificação de flebotomineos do Brasil.
Criação de software de reconhecimento de imagem para identificação de flebotomineos.
Projetos de médio prazo:
Estudo sobre utilização de álcool gel para coleta e armazenamento de insetos utilizando armadilha luminosa tipo CDC.
Estudo sobre preservação de insetos em campo com fontes alternativas de álcool.

PROJETO DE ENSINO DISCIPLINA BP680 – ZOOPARASITOLOGIAEmenta: Considerações sobre os parasitas de interesse humano e de animais domésticos. Interações entre hospedeiro-parasito e o meio ambiente. Estudo de protozoários e helmintos de interesse animal e humano: ciclo de vida, transmissão, patogenia, diagnóstico, epidemiologia, imunidade e profilaxia. Estudo dos principais artrópodes e moluscos veiculadores de parasitoses. Acidentes com animais peçonhentos e venenosos. Noções sobre saneamento básico. | Objetivo Geral: Proporcionar ao aluno conhecimentos sobre parasitologia humana e animal, com ênfase na área de atuação profissional de Biólogos. Também é objetivo mostrar aos alunos a pesquisa científica na área de parasitologia com ênfase no estudo dos vetores e suas relações com os humanos, animais e o ambiente. | Bibliografia Básica: NEVES, D.P.; MELO, A.L.; LINARD, P.M.; VITOR, R.W.A. Parasitologia humana. 11ª. Ed. São Paulo: Atheneu, 2005.REY. L. Parasitologia. 4ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2011.REY, L. Bases da parasitologia médica. 3ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2010.Bibliografia Complementar: Artigos científicos atuais na área. | Atividades temáticas | Estratégias | Semana | Aula teórica/Horas por semana | Aula prática/horas por semana | Introdução à disciplina e plano de ensino. | Recurso: quadro negro e multimídia.Práticas de seguranças no laboratório | 1 | 2 | 2 | Introdução aos conceitos básicos em Parasitologia | Recurso: quadro negro e multimídia.Práticas de métodos básicos p/exames parasitológicos | 2 | 2 | 2 | Sarcomastigophora - Giardia, Trichomonas | Recurso: quadro negro e multimídia.Visualização e análise de lâminas em laboratório. | 3 | 2 | 2 | Protozoários Flagelados do sangue, tecidos e vetores (Trypanosoma eLeishmania) | Recurso: quadro negro e multimídia.Visualização e análise de lâminas em laboratório. | 4 | 2 | 2 | Amebas comensais, patogênicas e de vida livre | Recurso: quadro negro e multimídia.Visualização e análise de lâminas em laboratório. | 5 | 2 | 2 | Apicomplexa: Plasmodium spp | Recurso: quadro negro e multimídia.Visualização e análise de lâminas em laboratório. | 6 | 2 | 2 | Mosquitos vetores de doenças parasitárias de interesse médico | Recurso: quadro negro e multimídia.Identificação de vetores em laboratório. | 7 | 2 | 2 | Apicomplexa: Toxoplasma gondii | Recurso: quadro negro e multimídia.Visualização e análise de lâminas em laboratório. | 8 | 2 | 2 | Apicomplexa: Cryptosporidium, Cystoisospora e Cyclospora | Recurso: quadro negro e multimídia.Visualização e análise de lâminas em laboratório. | 9 | 2 | 2 | Ectoparasitas de interesse para a saúde pública. | Recurso: quadro negro e multimídia.Identificação de ectoparasitas em laboratório. | 10 | 2 | 2 | Trematoda : Schistosoma spp e Fasciola hepática. Vetores. | Recurso: quadro negro e multimídia.Visualização e análise de lâminas em laboratório. | 11 | 2 | 2 | Cestódeos, Taenia spp, Echinococcus spp Hymenolepis spp eDyphyllobotrium | Recurso: quadro negro e multimídia.Visualização e análise de lâminas em laboratório. | 12 | 2 | 2 | Nematoda ;Ascaris lumbricoides, Toxocara spp, Lagochilascaris, Trichuris e Enterobius vermicularis. | Recurso: quadro negro e multimídia.Visualização e análise de lâminas em laboratório. | 13 | 2 | 2 | Nematoda Ancylostoma e Strongyloides | Recurso: quadro negro e multimídia.Visualização e análise de lâminas em laboratório. | 14 | 2 | 2 | Nematoda: Filarias e vetores. | Recurso: quadro negro e multimídia.Visualização e análise de lâminas em laboratório. | 15 | 2 | 2 |

DISCIPLINA XXXX– ENTOMOLOGIAEmenta: Introdução à entomologia. Anatomia, fisiologia, filogenia de insetos. Identificação de insetos. Biologia e ecologia dos insetos Reprodução, desenvolvimento, taxonomia e classificação dos insetos. Dinâmica populacional dos insetos. Importância econômica dos insetos. Insetos vetores de doenças. | Objetivo Geral: Proporcionar ao aluno conhecimentos sobre entomologia geral com ênfase em insetos de importância médica veterinária. Demonstrar os aspectos de biologia e ecologia de insetos que os tornam vetores doenças. Demonstrar técnicas de coleta, montagem e conservação de insetos. | Bibliografia Básica: GALLO, D. Entomologia Agrícola. Piracicaba, FEALQ. 2002. 920p.1RAFAEL, J. A. Insetos do Brasil, diversidade e taxonomia. Holos Editora. 2012Marcondes, C. B. Entomologia Médica e Veterinária. Ed. Atheneu. 2 ed. 2011.Bibliografia Complementar: Artigos científicos atuais na área. | Atividades temáticas | Estratégias | Semana | Aula teórica/Horas por semana | Aula prática/horas por semana | Introdução à disciplina e plano de ensino.Noções de nomenclatura Zoológica | Recurso: quadro negro e multimídia.Práticas de seguranças no laboratório | 1 | 2 | | Introdução aos conceitos básicos em Entomologia | Recurso: quadro negro e multimídia. | 2 | 2 | | Morfologia externa, anatomia interna e fisiologia | Recurso: quadro negro e multimídia.Análise de insetos em lupa e microscópio. | 3 | 2 | 1 | Bioecologia dos insetos | Recurso: quadro negro e multimídia. | 4 | 2 | | Reprodução e desenvolvimento | Recurso: quadro negro e multimídia. | 5 | 2 | | Coleta, montagem e conservação | Recurso: quadro negro e multimídia.Atividade de campo e análise de insetos em lupa e microscópio | 6 | 2 | 2 | Identificação e classificação de insetos. Ordens da Classe Insecta: Archaeognatha e Thysanura | Recurso: quadro negro e multimídia.Análise de insetos em lupa e microscópio | 7 | 2 | 1 | Ordens da Classe Insecta: Ephemeroptera, Odonata, Plecoptera, Blattodea, isoptera e Mantodea. | Recurso: quadro negro e multimídia.Análise de insetos em lupa e microscópio | 8 | 2 | 1 | Ordens da Classe Insecta: Grylloblatodea, Dermaptera, Orthoptera, Phamatodea e Embioptera. | Recurso: quadro negro e multimídia.Análise de insetos em lupa e microscópio | 9 | 2 | 1 | Ordens da Classe Insecta: Zoraptera, Psocoptera, Phtiraptera, Thysanoptera e Hemiptera. | Recurso: quadro negro e multimídia.Análise de insetos em lupa e microscópio | 10 | 2 | 1 | Ordens da Classe Insecta: Megaloptera, Raphidioptera, Neuroptera, Coleoptera Strepsitera e Mecoptera. | Recurso: quadro negro e multimídia.Análise de insetos em lupa e microscópio | 11 | 2 | 1 | Ordens da Classe Insecta: Siphonaptera, Diptera, Trichoptera, Lepidoptera e Hymenoptera. | Recurso: quadro negro e multimídia.Análise de insetos em lupa e microscópio | 12 | 2 | 1 | Insetos úteis: Apicultura, Serricultura | Recurso: quadro negro e multimídia.Análise de insetos em lupa e microscópio | 13 | 2 | | Ectoparasitas.Insetos vetores de doenças: Hemiptera, Siphonaptera. | Recurso: quadro negro e multimídia.Análise de insetos em lupa e microscópio | 14 | 2 | 1 | Insetos vetores de doenças: Diptera. | Recurso: quadro negro e multimídia.Análise de insetos em lupa e microscópio | 15 | 2 | 1 |